2.1.12. Определение содержания иммуноглобулинов в сыворотке крови, молозиве и молоке крупного рогатого скота. Предварительно готовили фосфатный буфер 0,03М, рН 3,0. С этой целью 10,74 г натрия фосфорнокислого двух замещенного (Na2HPO4Ч12H2O) и 5,84 г хлорида натрия помещали в мерную колбу, растворяли в дистиллированной воде и доводили объем до 1 л. Подобным образом готовили раствор из 4,08 г однозамещенного фосфорнокислого калия (KH2PO4) и 5,84 г хлорида натрия.
Растворы под контролем потенциометра смешивали в соотношении обеспечивающим рН буфера 8,0.
Пробы сывороток крови получали путем выдержки взятой крови из яремной вены животных 20-30 мин при 37° С в термостате. После отделения образовавшегося сгустка от стенок пробирок стеклянной палочкой, кровь помещали на 16-20 ч в холодильник. На следующий день сыворотку отсасывали в стерильную центрифужную пробирку, центрифугировали 15-20 мин при 3000 об/мин.
Пробы молозива и молока после взятия выдерживали 16-20 ч при 4° С и центрифугировали в течение 1 ч при 6000 об/мин. Затем снимали верхний слой жира, отсасывали надосадочную жидкость, которую и использовали для определения.
Пластинки из 3 %-ного агара «Дифко», смешанного с антисывороткой готовили следующим образом: 360 мг агара помещали в колбу, заливали 12 мл буфера и прибавляли 0,25 мл 1 %-ного раствора мертиолата. Колбу помещали в баню с холодной водой, которую затем нагревали до кипения и выдерживали смесь до полного расплавления агара.
После расплавления гель охлаждали до 56° С и к нему приливали равный объем антисыворотки в рабочем разведении и снова нагревали до температуры 56° С. Смесь тщательно перемешивали и выливали на стекло, помещенное на столике с уровнем в строго горизонтальном положении.
После застывания геля в нем делали лунки диаметром 2 мм на расстоянии 15 мм друг от друга.
При определении содержания иммуноглобулина G пробы сыворотки крови разводили буфером рН 8,0 в 20 и 30 раз. Пробы молозива первого дня лактации в 100, 50 и 20 раз, пробы молозива последующих дней лактации — в 50, 20 и 10 раз, использовали не разведенные и разведенные в 10 раз пробы молока.
При определении содержания иммуноглобулина М пробы сыворотки крови и молозива разводили в 10 и 5 раз, пробы молока использовали не разведенными и разведенными в 5 раз.
При определении содержания иммуноглобулина А пробы сыворотки крови использовали не разведенными, пробы молозива и молока — не разведенными и разведенными в 5 и 2 раза.
Пробы сыворотки крови получали от новорожденных телят до приема молозива во всех случаях использовали не разведенными.
Подготовленные пробы крови, молозива, и молока вносили в лунки геля с антисывороткой с помощью пастеровской пипетки. При этом лунку заполняли полностью, не переливая пробы за ее пределы.
Параллельно с опытными пробами на каждом стекле ставили контроль — разливали в лунки стандартный препарат определенного иммуноглобулина. При этом его разводили буферным раствором с таким расчетом, чтобы в 1 мл раствора препарата содержалось 5,0; 2,0; 1,0; 0,5; 0,2 и 0,1 мл белка. Таким образом, на каждом стекле получалось 6 лунок с контрольной пробой препарата.
После заполнения лунок, стекла помешали в эксикатор с водой и выдерживали при комнатной температуре, при определении содержания иммуноглобулинов G и А в течение 24 ч, а при определении иммуноглобулина М — 48 ч.
По окончании сроков инкубации стекла извлекали из эксикатора и измеряли диаметр кольца преципитата вокруг лунок с помощью линейки Беринг-Верке, после окрашивания агаровых пластин. С этой целью стекла с агаром погружали на двое суток в буфер. В течение этого срока буфер трижды заменяли новой порцией. После отмывания от не участвующих в реакции веществ, пластинки агара высушивали при комнатной температуре под фильтровальной бумагой. Затем пластинки (без фильтровальной бумаги) помещали в 0,1 %-ный раствор амидо-черного 10В на 3 ч, промывали трехкратно раствором уксусной кислоты и высушивали.
Для приготовления 0,1 %-ного раствора амидо-черного 10В, брали 1 г краски, растворяли в 100 мл ледяной уксусной кислоты (СН3СООН), после чего объем раствора доводили дистиллированной водой до 1 л. Раствор хранили в темной посуде при комнатной температуре. Раствор уксусной кислоты для промывания: брали 70 мл ледяной уксусной кислоты и доводили объем дистиллированной водой до 1 л.
Для расчета содержания иммуноглобулинов в испытываемых пробах строили калибровочную кривую на полулогарифмической бумаге: на оси ординат откладывали концентрацию белка в пробах стандарта, по оси абсцисс — диаметр кольца преципитации. Калибровочную кривую строили отдельно по каждому иммуноглобулину определенного класса.
Количество иммуноглобулина в испытуемой пробе определяли путем сравнения диаметра кольца преципитации вокруг ее лунки с калибровочной кривой [G. Mancini, A. O. Carbonara and J.F. Heremans, 1965; У. Дж. Герберт, 1974; В. М. Чекишев, 1977; П. А. Емельяненко, О. И. Грызлова, Г. Н. Печникова и М. Н. Тулупова, 1980; P. В. Петров, 1987; Н. С. Жосан, 1989; Н. В. Матузенко, Е. В. Андреев, А. И. Собко, 1990].
2.1.13. Экспресс-метод для определения содержания иммунных глобулинов. Кровь получали от телят из яремной вены до приема молозива и через 24 ч после рождения. Сначала ее выдерживали около часа в (30-35° С), а затем в холодильнике 10-12 ч. После чего отделяли сыворотку в отдельные пробирки.
Раствор цинк сульфата (208 мг/л ZnSO4Ч7H2O) готовили в мерной колбе на дистиллированной воде, которую выдерживали 4-5 дней и затем кипятили в течение 10-15 мин с целью растворения диоксида углерода.
Для приготовления стандарта мутности брали 3 мл раствора хлорида бария (BaCl2Ч2H2O) в 100 мл дистиллированной воды, вносили в мерную колбу на 100 мл и доводили до метки 0,2N раствором серной кислоты. Полученный раствор соответствует 20 ед. цинк сульфатному тесту [A. D. MсEwan, E. W. Fisher, I. E. Selman and W. J. Penhale, 1970].
Калибровочную таблицу для калориметрического определения содержания иммуноглобулинов на ФЭК-56М получали путем разведения стандарта мутности.
Для определения иммунных глобулинов подбирали пробирки одинакового диаметра и наливали в каждую по 6 мл цинк сульфатного раствора, а в контрольною пробирку — 6 мл дистиллированной воды. Во все опытные пробирки (по количеству образцов) и в контрольную добавляли по 0,1 мл исследуемой сыворотки и выдерживали при комнатной температуре (20° С) 60 мин. После экспозиции пробирки взбалтывали, чтобы обеспечить одинаковое перераспределение осадка и помещали в фотоэлектроколориметр, который предварительно устанавливали на «0» по дистиллированной воде. Измерение проводили на ФЭК-56М, ври длине волны 400±5 нм (синий светофильтр) в кюветах толщиной слоя 10 мм. Показание прибора ФЭК-56М определяли образцах сыворотки через контрольную пробирку умножением различия на фактор 10. 20 единиц цинк сульфатного теста помутнения были эквивалентны соответственно 20-30 мг/мл содержания колостральных иммунных глобулинов в сыворотке крови теленка [A. D. MсEwan, E. W. Fisher, I. E. Selman and W. J. Penhale, 1970].
2.1.14. Определение уровня пассивной защиты у новорожденных телят. Метод основан на том, что белки сыворотки крови могут преципитироваться различными солями, включая сульфит натрия (Na2SO3). Этот феномен зависит от концентрации соли и молекулярной характеристики белков. Готовили 14-, 16-, и 18 %-ный растворы Na2SO3, используя для этих целей безводный реактив. Соответственно 14, 16 и 18 г его растворяли в 100 мл дистиллированной воды. Кроме безводного сульфита натрия использовали Na2SO3Ч7Н2О, при этом количество его для приготовления соответствующих концентраций увеличивали вдвое.
В пробирки вносили по 1,9 мл раствора сульфита натрия каждой концентрации и добавляли по 0,1 мл испытуемой сыворотки. Пробирки тщательно встряхивали и выдерживали 1 ч при комнатной температуре. Реакцию считали отрицательной, если преципитат не образуется и положительной, если видны хлопья преципитированного белка или заметно даже небольшое его присутствие, в данном случае уровень иммуноглобулинов в испытуемой сыворотке соответствует промежуточному значению. Концентрация иммуноглобулина меньше 5 мг/мл соответствовала помутнению при концентрации 18 %; от 5 до 15 мг/мл — 16 и 18 %, и больше 15 мг/мл — 14, 16 и 18 % сульфита натрия. [N. E. Pfeiffer, T. C. McGuire, 1977; N. E. Pfeiffer, T. C. McGuire, R. E. Bendel and J. M Weikel, 1977; Ю. Н. Федоров, 1988].
Сывороточный гемолиз не влиял на результаты преципитации иммуноглобулинов.
2.1.15. Выделение лактоглобулина из колостральной сыворотки. Лактоглобулины из сыворотки молозива получали солевым методом. За основу взяли методику фракционного высаливания противогриппозных сывороток.
К сыворотке добавляли два или три объема дистиллированной воды в зависимости от содержания белка. В смесь, при перемешивании мешалкой, добавляли тонкой струей насыщенный раствор сернокислого аммония. После тщательного перемешивания смесь оставляли в покое на 10-15 ч в холодильнике до полного формирования осадка.
Лактоглобулин сыворотки молозива подвергался высаливанию 38 объемными процентами насыщенного раствора сернокислого аммония по формуле:
Х=[pic], где: Х — объем насыщенного раствора сернокислого аммония;
С — требуемая концентрация сернокислого аммония;
Y — объем разбавленной молозивной сыворотки. рН насыщенного раствора сернокислого аммония — 7,3-7,5.
Выпавший осадок лактоглобулина отделяли от раствора путем фильтрации через воронку Бюхнера с двойным слоем хроматографической бумаги.
Плотный осадок переносили в целлофановые мешочки и подвергали диализу в проточной водопроводной воде, а затем в дистиллированной воде до тех пор, пока в растворе не обнаруживалось даже следов сернокислого аммония, что проверяли реактивом Несслера.
По окончании диализа определяли концентрацию белка (рефрактометрически) в растворе лактоглобулина и дистиллированной воды разбавляли его до содержания 10 % белка. К раствору добавляли хлорид натрия до изотонического насыщения.
Подученный препарат подвергали стерилизующей фильтрации через фильтр Зейтца с пластинкой СФ и расфасовывали по ампулам и флаконам.
Стерильность полученного препарата подтверждали высевом на МПБ, МПА и среду Китт-Тарроци, а безвредность на белых мышах и морских свинках. Посевы выдерживали в термостате при 37° С восемь суток. Лактоглобулин вводили подкожно двум морским свинкам массой 230-240 г в дозе по 3 мл и четырем белым мышам массой 16-18 г по 0,5 мл с последующим наблюдением за животными в течение 5 дней.
Исключение примесей балластных белков в препарате производили электрофоретически. Препарат хранили в холодильнике при температуре +3 +5° С.
2.2. Изучение специфической иммунологической реактивности телят в постнатальный период.
Уровень иммуноглобулинов в сыворотке крови телят до приема молозива и через 24 ч после рождения определяли цинк-сульфатным методом [A. D. MсEwan, E. W. Fisher, I. E. Selman and W. J. Penhale, 1970].
Концентрацию иммуноглобулинов молозива коров с учетом их возраста вычисляли по уровням линейной регрессии [H. Balbierz, M. Nicolaijczuk, J. Zeilinski, 1983].
Эффективность колостральных иммуноглобулинов изучали по отношению содержания иммуноглобулинов в сыворотке крови неонатальных телят к количеству поступивших с молозивом.
Количественную характеристику абсорбции колостральных иммуноглобулинов классов G, М и А устанавливали методом радиальной иммунодиффузии [G. Mancini, A. O. Carbonara and J.F. Heremans, 1965; В. М. Чекишев, 1977]. Выделенные иммуноглобулины классов G, М и А служили антигенами для иммунизации кроликов [R. A. Wilson and I. W. Jutila, 1976] с целью получения соответствующих моноспецифических антисывороток.
Степень катаболизма иммуноглобулинов изучали определением их классов в сыворотке крови методом радиальной диффузии. Иммуноглобулины в фекалиях определяли по E. F. Logan, W. J. Penhale, 1972; Р. П. Маслянко, 1982.
После измерения диаметров зон преципитации концентрацию иммуноглобулинов рассчитывали математическим способом, исходя из прямо пропорциональной зависимости между ней и квадратом диаметра кольца [Э. Бем, 1979].
Колостральную сыворотку отделяли после добавления сычужного фермента. Лактоглобулин получали добавлением к сыворотке молозива насыщенного раствора сульфата аммония с последующим диализом против 0,01М рН 7,6 Na2HPO4; KН2PO4.
Статистическую обработку результатов исследования проводили с использованием критерия достоверности Стьюдента.
2.2.1. Уровень иммуноглобулинов в сыворотке крови телят до приема молозива и через 24ч после рождения и взаимосвязь между концентрацией иммуноглобулинов и проявлением синдрома нарушения пищеварения. Проведенные исследования показали, что концентрация колостральных иммунных глобулинов в крови телят до приема молозива составила 0,18±0,08 мг/мл, этот уровень главным образом связан с IgМ. Через 24 часа после приема молозива содержание иммуноглобулинов достигло 23,94±1,71 мг/мл или увеличилось в 133 раза (табл. 2.1).
Таблица 2.1
Содержание иммунных глобулинов в сыворотке крови новорожденных телят
(n=20).
|Группы телят |Средн|Диспер|Средне|Средняя |Точност|Доверительн|Относит| | |яя |сия |е |арифмети|ь |ый |ельная | | |арифм| |квадра|ческая |прямых |интервал, |ошибка | | |етиче| |тическ|ошибка |измерен|мг/мл |(погреш| | |ская,| |ое | |ий | |ность),| | |мг/мл| |отклон| | | |% | | | | |ение | | | | | |До приема |0,18 |0,0035|0,019 |0,008 |0,02 |0,16-0,20 |11,1 | |молозива | | | | | | | | |Через 24 ч |23,94|14,69 |3,83 |1,71 |4,75 |18,19-28,69|19,8 | |после рождения:| | | | | | | | | | | | | | | | | |I группа — | | | | | | | | |контроль | | | | | | | | |II группа — |18,26|0,16 |0,4 |0,18 |0,49 |17,77-18,75|2,68 | |энтеритная | | | | | | | | |форма | | | | | | | | |колибактериоза | | | | | | | | |III группа — |15,37|0,66 |0,43 |0,19 |0,53 |14,84-15,90|1,24 | |септическая | | | | | | | | |форма | | | | | | | | |колибактериоза | | | | | | | |
Новорожденные телята с содержанием иммуноглобулинов 23,94± 1,71 мг/мл (доверительный интервал 19,19-28,69 мг/мл) переболели легкой формой колибактериоза на третьи сутки. Даже такая высокая концентрация иммуноглобулинов не обеспечивала иммунологический статус новорожденных телят, что связано со значительной инфицированностью внешней среды и снижением вследствие этого защитного уровня молозива.
Содержание иммуноглобулинов через 24 часа в сыворотке крови телят сильно варьирует и составляет от 19,85 мг/мл до 29,11 мг/мл. Такая разница объясняется количеством проглоченного теленком молозива.
Способность новорожденных животных адаптироваться к изменениям внешней среды лимитировано и изменение условий, не влияющих на взрослых животных, может плохо отразиться на состояние здоровья телят. Известно, что стресс является способствующим фактором возникновения колибактериоза у телят. Причиной стресса могут быть различные нарушения условий содержания, порой самые безобидные, поэтому предотвратить стресс весьма трудно. Даже перемещение является причиной стресса, который приводит к увеличению уровня заражения инфекционными агентами. Низкая температура, сквозняки, влажная подстилка способствуют возникновению и распространению инфекции. Следовательно, иммунологический статус, необходимый для защиты организма, зависит от количества молозива, проглоченного теленком в первые минуты жизни и условий внешней среды.
Исходя из этого, невозможно точно указать количество колостральных иммуноглобулинов, обеспечивающих иммунологическую защиту животных.
При концентрации иммуноглобулинов в сыворотке крови телят 18,26±0,18 мг/мл (доверительный интервал 17,77-18,75 мг/мл) заболевание протекает с расстройством пищеварения,и сопровождается средней тяжестью дегидратации а также диареей. Такие телята отказываются от молозива, с трудом поднимаются, задняя часть туловища испачкана фекалиями, влажная.
Длительность течения болезни при такой концентрации иммуноглобулинов обычно составляет 4-6 дней. Уровень иммуноглобулинов в сыворотке крови телят с энтеритной формой колибактериоза ниже, чем в контрольной группе (Р
Страницы: 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11
